Cultures : Identifier, connaître, contrôler
Détection, mesures à prendre
- Dispositif de détection
Protocole d’inspection
- Fréquence d’observations et de prélèvements : il est conseillé de vérifier la qualité sanitaire des plantes une fois par an au minimum. Il faut aussi privilégier un passage au sein de la parcelle lors de l’arrivée de nouvelles plantes.
- Nombre de plantes à examiner : pour les parcelles de surface inférieure à 10 m2, il faut prélever 10 échantillons.Pour les parcelles dont la surface est comprise entre 10 et 100 m2, 20 échantillons sont prélevés. Enfin, pour les parcelles supérieures à 100 m2, il faut réaliser 30 prélèvements.
- Outils de diagnostic
La détection des nématodes peut d’abord avoir lieu à partir de l’observation de nécroses racinaires, symptômes spécifiques et aisément reconnaissables de la présence de Radopholus similis. Mais, la présence de ces nématodes ne peut être confirmée qu’après un examen au microscope, ces individus ayant une taille extrêmement petite.
La détection des nématodes au microscope peut être réalisée de deux manières différentes :
- Détection par extraction des nématodes du sol et des racines faisant appel à un laboratoire de diagnostic nématologique.
- Détection des nématodes après un minimum de préparation qui peut être effectuée au sein de l’entreprise.
Pour l’extraction des nématodes du sol et des racines, il est nécessaire de réaliser des prélèvements constitués d’un échantillon de sol (250 cm3) et d’un échantillon de racines selon une méthodologie définie en grille ou en diagonale.
Les échantillons doivent être référencés et identifiés puis déposés dans des sacs de polyéthylène solides desquels l’air sera chassé lors de leur fermeture. Les sacs doivent être conservés à température ambiante et acheminés le plus rapidement possible au laboratoire de diagnostic nématologique.
Concernant les possibilités de détection après un minimum de préparation, les différents protocoles qui peuvent être appliqués sont les suivants :
(NB : ces trois protocoles sont également valables pour l’observation d’autres genres de nématodes comme Meloidogyne ou Pratylenchus).
- Observation directe du matériel végétal
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Equipement
- 1 passoire à grosses mailles - 1 pissette à eau - Matériel de dissection (ciseaux, scalpel, pinces) - Quelques lames et lamelles - 1 éclairage épiscopique (fibres optiques lumineuses) Quelques verres de montre ou syracuses |
Procédure - Placer les racines ou tissus végétaux dans la passoire et les laver à l’eau (jet puissant) pour les débarrasser de la terre adhérente et les découper en petits morceaux. - Observer les racines ou tissus végétaux sous la loupe binoculaire et faire une dissection dans l’eau. - Récupérer les nématodes dans un syracuse, formes endo ou ectoparasites (c’est-à-dire parasitant l’intérieur ou l’extérieur des végétaux). |
- Observation après macération
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Equipement
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Procédure - Placer les racines ou tissus végétaux dans la passoire et les laver à l’eau (jet puissant) pour les débarrasser de la terre adhérente et les découper en petits morceaux. - Placer quelques morceaux de racines ou de tissus végétaux sur le tamis ou dans le sachet et recouvrir de la solution d’eau oxygénée. - Observer les nématodes sous la loupe binoculaire après 6 à 24 heures. - Récupérer les nématodes dans l’eau, formes endo ou ectoparasites. |
- Utilisation de plantes pièges
Dans le cas de nématodes faiblement représentés en nombre ou sous diverses formes de résistance (oeufs, kystes, en état d’anhydrobiose ou de diapause), il peut être utile de mettre en place des dispositifs de pré-culture afin de multiplier cette population et la rendre ainsi détectable.
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Equipement
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Procédure - Les pots ou tubes de culture sont remplis à moitié de terre stérile et complétés avec la terre provenant de l’échantillonnage. - Les jeunes plantules âgées de 3 semaines sont repiquées dans le substrat ou les semences sont mises à germer. - Au bout de 6 a 8 semaines, les plantes sont prélevées et les systèmes racinaires observés directement ou analysés pour la présence de nématodes. |
- Préconisations en cas de détection
Attention ! Ces préconisations sont énoncées à titre indicatif. En cas de contamination suspectée ou avérée, et avant toute initiative personnelle, prendre contact avec le SRAL.
En cas de détection, la matière active oxamyl est actuellement homologuée en France pour lutter contre les nématodes mais uniquement sur cultures de rosiers, d’oeillets et de bananiers.
Concernant les plantes en pot, il est recommandé de détruire les plants malades et de désinfecter le substrat ainsi que le matériel de culture (ex. goutteurs) et l’eau d’irrigation.
Attention lors de la manipulation du substrat infecté qui représente une source potentielle de nouvelles contaminations. Par exemple, il ne faut pas le laisser tomber au sol.
Pour la désinfection du matériel de culture, utiliser des produits désinfectants homologués à cet effet ou de l’eau javellisée.
Enfin, pour désinfecter l’eau d’irrigation, il faut la faire chauffer. Une eau à 42 °C permet de tuer les nématodes au bout d’1 heure 30. Dans une eau à 53 °C, 30 secondes suffisent pour éliminer tous les nématodes.
A noter que ces nématodes peuvent survivre 6 mois en l’absence de plantes-hôtes.
- Informations réglementaires complémentaires
D’après la directive européenne 2000/29/CE, pour que les végétaux concernés par Radopholus similis obtiennent un passeport phytosanitaire européen valide, ils doivent avoir fait l’objet d’une constatation officielle par les services de protection des végétaux :
- Qu’aucune contamination par Radopholus similis n’a été observée sur le lieu de production depuis le début de la dernière période complète de végétation.
ou
- Que, depuis le début de la dernière période complète de végétation, des échantillons de terre et de racines des végétaux concernés ont été soumis à des tests nématologiques officiels concernant au moins Radopholus similis et ont été déclarés exempts de cet organisme nuisible à cette occasion.